Овицидная активность дезинфицирующих средств в отношении яиц Enterobius vermicularis: оценка методом окрашивания

Введение. Энтеробиоз – один из самых распространенных гельминтозов, особенно среди детей. Одной из причин формирования очагов энтеробиоза в детских коллективах является способность яиц паразита сохранять свою жизнеспособность на предметах внешней среды и тем самым поддерживать риск заражения энтеробиозом.

Цель исследования: изучить эффективность дезинфицирующих средств в отношении яиц E. vermicularis с определением их жизнеспособности методом окрашивания.

Материалы и методы. Тест объектом послужили яйца 15 самок E. vermicularis. Определение жизнеспособности яиц остриц проводили методом окрашивания с использованием метиленового синего в растворе молочной кислоты с едкой щелочью. В эксперименте оценивали эффективность воздействия на яйца остриц двух хлорсодержащих дезинфицирующих средств в рабочем разведении 0,60 % с действующими веществами – натриевая соль дихлоризоциануровой кислоты 75,8 %; натриевая соль дихлоризоциануровой кислоты 84 %. Номинальные данные описаны с указанием абсолютных значений и процентных долей, сравнения проведены при помощи критерия χ² Пирсона. Различия считались статистически значимыми при р < 0,05.

Результаты. Исследование продемонстрировало высокую овицидную активность тестируемых дезинфицирующих средств. Дезсредство с действующим веществом натриевая соль дихлоризоциануровой кислоты 75,8 % показало выраженный эффект с гибелью 86,3 % яиц остриц при обработке взвеси и 62 % при нанесении на поверхность; дезсредство с действующим веществом натриевая соль дихлоризоциануровой кислоты 84 % продемонстрировало эффективность 84,4 % при обработке взвеси яиц и 82,9 % при поверхностном нанесении. Установлена оптимальная экспозиция окраски яиц E. vermicularis рабочим раствором метиленового синего, которая составила 5 минут.

Выводы. С помощью метода окрашивания и установления оптимального времени окрашивания яиц остриц проведена оценка овицидной эффективности дезинфицирующих средств. Анализ результатов выявил достоверные различия в соотношении жизнеспособных и нежизнеспособных яиц E. vermicularis между пробами, обработанными дезсредствами, и контрольными образцами без их воздействия.

1. Уткина Е.Д., Монина С.И., Аракелянц О.А. и др. Клинико-эпидемиологическая характеристика энтеробиоза взрослых и детей // Международный научно-исследовательский журнал. 2022. Т. 123. № 9. С. 1-5. doi: 10.23670/IRJ.2022.123.15

2. Kaneva E, Tsvetkova N, Velcheva D, et al. Development and application of a method for genetic detection of Enterobius vermicularis in samples of patients with enterobiasis. Journal of IMAB. 2024;30(1):4295-5300. doi: 10.5272/jimab.2024301.5295

3. Рудская О.С., Малышева Н.С. Анализ заболеваемости энтеробиозом в Российской Федерации (в период с 2013 по 2023 год) // Флагман науки. 2025. Т. 26. № 3. С. 35-38. doi: 10.58351/2949-2041.2025.22.5.023

4. Степанова Т.Ф., Степанова К.Б., Бакштановская И.В., Шепоткова А.А. Современная ситуация по паразитарным заболеваниям в Российской Федерации: глобальные вызовы и пути решения // Медицинская паразитология и паразитарные болезни. 2023. № 2. С. 3–13. doi: 10.33092/0025-8326mp2023.2.3-13

5. Летюшев А.Н., Степанова Т.Ф., Шарухо Г.В. Заболеваемость энтеробиозом детей, посещающих образовательные организации Тюменской области // Здоровье населения и среда обитания. 2021. № 3 (336). С. 63–69. doi:10.35627/2219-5238/2021-336-3-63-69

6. Чернова Т.М., Иванов Д.О., Ведута О.И. и др. Паразитарные инвазии у детей в мегаполисе // Детские инфекции. 2024. Т. 86. № 1. С. 29–34. doi: 10.22627/20728107-2024-23-1-29-34

7. Маслянинова А.Е., Могилина Е.А., Хабирова Е.Р. и др. Ретроспективный анализ исследования смывов с твердых поверхностей на примере паразитарной обсемененности экранов и клавиатур банкоматов Астраханской области // Международный научно-исследовательский журнал. 2023. Т. 137. № 11. С. 41. doi: 10.23670/IRJ.2023.137.41

8. Хуторянина И.В., Думбадзе О.С., Твердохлебова Т.И. Организация и проведение экспериментального исследования по определению овицидной активности дезинвазионного средства // Медицинская паразитология и паразитарные болезни. 2020. № 4. С. 39–45. doi: 10.33092/0025-8326mp2020.4.39-45

9. Герасимов В.Н., Асланян Е.М., Маринина Н.Н., Кузне цо ва К.Ю., Чебышев Н.В., Федорова Л.С. Сравнительная противопаразитарная активность дезинфицирующих средств из различных химических групп // Медицинская паразитология и паразитарные болезни. 2023. № 3. С. 32–42. doi: 10.33092/0025-8326mp2023.3.32-42

10. Hamad WA, Saeed BJ, Atiya WH, Kadhim MJ. Enterobius Vermicularis: Biology, transmission, and control strategies. Central Asian Journal of Medical and Natural Science. 2026;7(1):494-502. doi: 10.51699/cajmns.v7i1.3073

11. Rudko SP, Ruecker NJ, Ashbolt NJ, Neumann NF, Hanington PC. Enterobius vermicularis as a novel surrogate for the presence of helminth ova in tertiary wastewater treatment plants. Appl Environ Microbiol. 2017;83(11):e00547-17. doi: 10.1128/AEM.00547-17

12. Rocha MCVD, Barés ME, Braga MCB. Quantification of viable helminth eggs in samples of sewage sludge. Water Res. 2016;103:245-255. doi: 10.1016/j.watres.2016.07.039

13. Barosi R, Umhang G. Presence of Echinococcus eggs in the environment and food: A review of current data and future prospects. Parasitology. 2024;151(13):1416-1431. doi: 10.1017/S0031182024000945

14. Загайнова А.В., Асланова М.М., Курбатова И.В., Рако ва В.М., Федец З.Е., Пай Г.В., Грицюк О.В. и др. Оптимизация методов санитарно-микробиологического и санитарно-паразитологического контроля сточных вод // Гигиена и санитария. 2022. Т. 101. № 5. С. 545–555. doi:10.47470/0016-9900-2022-101-5-545-555

15. Amoah ID, Reddy P, Stenström TA. Effect of reagents used during detection and quantification of Ascaris suum in environmental samples on egg viability. Water Sci Technol. 2017;76(9-10):2389-2400. doi: 10.2166/wst.2017.324

16. Forson PO, Tetteh-Quarcoo PB, Ahenkorah J, et al. Ability of vital and fluorescent staining in the differentiation of Schistosoma haematobium live and dead eggs. Med Sci (Basel). 2019;7(4):64. doi: 10.3390/medsci7040064

17. Nery Loiola SH, Stéfano VC, Rosa SL, et al. Staining blindly: An update on coloring techniques for fecal smears in parasitology: A scoping review. Future Microbiol. 2024;19(7):607-619. doi: 10.2217/fmb-2023-0171

18. Włodarczyk M, Zdybel J, Próchniak M, et al. Viability assessment of Ascaris suum eggs stained with fluorescent dyes using digital colorimetric analysis. Exp Parasitol. 2017;178:7-13. doi: 10.1016/j.exppara.2017.04.012

19. Badziak R, Zdybel J, Osiński Z, et al. Influence of incubation time for viability assessment of Ascaris suum eggs – Attempts to optimise the parasitological examination. Pathogens. 2025;14(10):1070. doi: 10.3390/pathogens14101070

20. Cringoli G, Maurelli MP, Levecke B, et al. The Mini-FLOTAC technique for the diagnosis of helminth and protozoan infections in humans and animals. Nat Protoc. 2017;12(9):1723-1732. doi: 10.1038/nprot.2017.067